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标题:【讨论帖】western blot问题解答

wood533[使用道具]
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怎么样的结果算是合适的二抗稀释度呢?

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比如1:1000,1:2000,1:4000
要是这三个稀释度中都能出结果1:1000强,1:2000中等,1:4000弱
那就要选择一个浓度比较合适的,在这选择1:2000
实际WB中如果选择1:4000可能会出不了结果,1:1000浓度又太高
这个点膜实验可以测定ECL的敏感性与二抗的稀释度
说的不是很清楚,不知道怎么表达
建议你自己实际做了之后再讨论
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cj_mondy[使用道具]
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请问,分离胶凝后会在胶和玻璃板之间有小气泡,且都在板的两侧,胶中没有气泡。碰到过好几回这样的,板都洗的很干净,也不是同一块板,年前做的时候还没这样呢,就最近老这样,请问到底是怎么回事,怎么才能避免啊,谢谢了

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我觉得是胶板夹得太紧了的原因,是不是在转移胶板的时候才会出现气泡
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cj_mondy[使用道具]
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上清液中的蛋白WB本来就是一个问题
那你如何收集上清中的蛋白?
加入纯化好的beta-actin?
我觉得行不通

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很多人用过柱子的方法浓缩培养上清的蛋白,效果还不错
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xyw5[使用道具]
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请问:我现在用的一抗Caspase-3(cell signaling),可以检测酶原和激活后的片段17KD。但是我做出来的32KD条带比较细,17KD条带做不出来,其他目的蛋白条带还是很粗的。跑胶转膜没有问题。请问怎样使Caspase-3条带变粗?我加大上样量延长暴光时间还是不行。我按说明书上用1:1000稀释比。请问我该怎么办?
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你好,在电泳后要转膜时,切胶老是切不好,在显影后发现泳道上不对,该如何解决此问题?有时发现预染MARKER的周围就是自己需要的条带,切下转膜加抗体后,发现有多条带?该如何选择是哪一条呢?为什么有多条带?谢谢
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QUOTE:
原帖由 xyw5 于 2013-1-30 16:55 发表 bbcodeurl('http://bbs.antpedia.com/images/common/back.gif', '%s')
请问:我现在用的一抗Caspase-3(cell signaling),可以检测酶原和激活后的片段17KD。但是我做出来的32KD条带比较细,17KD条带做不出来,其他目的蛋白条带还是很粗的。跑胶转膜没有问题。请问怎样使Caspase-3条带变粗?我加大上样 ...

用1:500试试了
另外你要考虑下你的样品在处理过程中有没有可能使caspase-3 17K降解
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你好,在电泳后要转膜时,切胶老是切不好,在显影后发现泳道上不对,该如何解决此问题?有时发现预染MARKER的周围就是自己需要的条带,切下转膜加抗体后,发现有多条带?该如何选择是哪一条呢?为什么有多条带?谢谢

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多条带的原因主要与一抗有关
加大一抗的稀释度,让一抗变稀
另外你要想切得准确的话要把预染M与非预染M同时作比较,看两者的位置
预染M的泳动位置只能作为参考
要用非预染M来确认具体位置
祝你实验顺利
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ququer787[使用道具]
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我想做一个8KDa的蛋白,请问分离胶用15%的行吗?15%的胶的配方是什么?转膜时湿转应该用多大电压,多长时间?非常感谢!
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请问,Westen Blot的灰度值结果需要做统计学分析吗?如何分析呢?
谢谢~
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3N4G[使用道具]
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请问LZ有没有跑过neurocan 这类蛋白,如果我要跑150kDa的蛋白,跑胶和转膜的条件怎么选择?多谢!
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