表观遗传学

都知道甲基化怎样遗传和去除，而组蛋白修饰是怎样遗传的？它是怎样随环境变化的？在个体发育中是否出现像甲基化这种擦除再修饰？

这三个问题确实有挑战性

组蛋白修饰的遗传依赖于复制后新旧组蛋白如何分布,有全保留和半保留的模型.如果是全保留,新的组蛋白核小体应该以邻近的旧组蛋白为模板.半保留中,新旧组蛋白在同一核小体中.但是,所有这些都是推测,已有的证据多支持全保留模型.

组蛋白修饰有一些是很稳定的如H3K9ME3,H4K20ME3,这些维持异染色质的修饰不容易变化.而调节基因表达的如H3K4, H3K36容易变化.激素应该算一种外界刺激吧,一些激素受体会与组蛋白甲基化酶相互作用,从而使修饰发生变化.至于其它环境因素,研究可能还不多.神经生物学家认为记忆也和表观修饰有关,但研究还不够深入.

已有的证据多支持全保留模型.



战友能出示一下证据么？

ii077345战友描述的不够清楚，贴图一张，让大家看的更明白。



战友所说的全保留和半保留，个人理解是相对DNA复制来说的。所谓全保留，是指旧的组蛋白随机加入到两条DNA子链中（当然不完全随机），也就说两条子链都保留了组蛋白信息。而半保留是指旧的组蛋白只保留于两条子链中的一条，另一条完全结合新的组蛋白。事实上，组蛋白标记主要存在于H3,H4上，一般认为DNA复制时，H3,H4并不从DNA上解离，而是随机分布到两条子链上。而H2A,H2B会解离，然后随机组装。

我也觉得挺奇怪的，核小体中的组蛋白成不了模板吧？！

th-chen可以看看今年的亚洲生物高峰论坛：

表观遗传学与干细胞研究的科学前沿

看过一点，正好跟我现在的专业一致。

呵呵事实上，我们也可以把组蛋白作为“模板”来看待，没有模板，信息就没法传递。无论是组蛋白乙酰化酶，还是组蛋白甲基化酶，都有使某种修饰蔓延的能力。前面提到，新链合成后，旧的组蛋白随机分配到子链中，那么就会存在很多与母链不同的未修饰位点，这些位点的修饰是可以看作以邻近的旧的组蛋白为模板的。

，对于组蛋白八聚体如何复制的研究可以回溯到30几年前。



DNA复制时，组蛋白八聚体也会随之加倍。人们非常关注两个问题：1，旧的组蛋白怎样分布在两条复制的DNA上？2，旧的组蛋白复合体在复制过后还会保持完整吗？

如果旧的还是完整的在一起，就遵从我和th-chen战友在上面提到"全保留"模型

1，Weintraub, H. Cell. 1976 Nov;9(3):419-22.

Seale, R. L. Cell. 1976 Nov;9(3):423-9

这两个工作用cycloheximide抑制组蛋白合成，micrococcal消化复制后的chromatin(同位素标记），发现消化过的产物中只有整个的核小体，而没有半个的核小体。说明旧的组蛋白可能是不分开的。他们的缺点就是体系中没有新的组蛋白合成



2， Seale, R. L. (1978) Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 75, 2717–2721

Cusick, M. F., DePamphilis, M. L., and Wassarman, P. M. (1984) J. Mol. Biol. 178, 249–271

Krude, T., and Knippers, R. (1991) Mol. Cell. Biol. 11, 6257–6267

Randall, S. K., and Kelly, T. J. (1992) J. Biol. Chem. 267, 14259–14265

这几个工作利用的是体外复制系统。得到的结果与上述体内结果一致。他们的问题同样是体系内没有新的组蛋白可供复制后的组装。

3， Crémisi, C., Chestier, A., and Yaniv, M. (1978) Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 42, 409–416

Sogo, J. M., Stahl, H., Koller, T., and Knippers, R. (1986) J. Mol. Biol. 189, 189–204

Crémisi, C以polyoma virus minichromosome 为研究对象。polyoma virus minichromosome 成环状，有约21个核小体。puromycin处理抑制蛋白合成，但DNA复制还可以完成。他们发现复制过的polyoma virus minichromosome 只有约11个核小体，而且没有发现半个的核小体。Sogo, J. M用SV40 minichromosome也得到相似的结论。



以上三方面的研究均支持“全保留”模型，只是还都有各自的漏洞



还有一些研究通过研究组蛋白H3/H4 tetramer（四聚体）的稳定性从侧面验证“全保留”模型

4，H3/H4 tetramer在体外条件下非常稳定

Baxevanis, A. D., Godfrey, J. E., and Moudrianakis, E. N. (1991) Biochemistry 30, 8817–8823

Karantza, V., Freire, E., and Moudrianakis, E. N. (1996) Biochemistry 35, 2037–2046

Banks, D. D., and Gloss, L. M. (2003) Biochemistry 42, 6827–6839

Baxevanis, A. D发现，在各种pH及离子强度下H3/H4 tetramer均比 dimer稳定。另外，在近似体内的pH和离子强度条件下，dimer和 tetramer的平衡趋向于tetramer,即tetramer占主要部分。

当然，tetramer在一定条件下也会分成两个dimer。Karantza, V和Banks, D. D.的研究中，温度升高及盐酸胍等变性剂可以把tetramer分开。



5，更重要的是H3/H4 tetramer体内也是稳定的

Prior, C. P., Cantor, C. R., Johnson, E. M., and Allfrey, V. G. (1980) Cell 20, 597–608



Jackson, V. (1990) Biochemistry 29, 719–731

Jackson, V. (1999) Methods 17, 125–139

Yamasu, K., and Senshu, T. (1990) J. Biochem. (Tokyo) 107, 15–20



Prior 利用Physarum这种生物，它可以吸收接触其表面的外源蛋白，并用于自身细胞结构的构建。他们用蓝色荧光染料pyrene标记H3的cystein 110.当两分子的pyrene靠近时发绿光。即H3/H4 tetramer发绿光。当标记好的H3被吸收入细胞内时，最初观察到的是蓝光在细胞质中，随后入核。大部分的蓝光在核内同时变为绿光，而且，复制5次后仍然可见绿光，蓝光不再出现。这说明几轮复制之后旧的组蛋白H3,H4复合物是在一起的。

Jackson, V和Yamasu, K利用重同位素标记加密度梯度离心的方法验证上述结论，这个实验也是在教科书中见到过的。



目前，还没有强力的证据支持H3/H4 dimer 存在并同 DNA结合的证据。但有文章表明在组装到chromatin之前，H3/H4 dimer 与asf1形成三聚体。

Tagami, H., Ray-Gallet, D., Almouzni, G., and Nakatani, Y. (2004) Cell 116, 51–61

关于组蛋白的复制方式，目前已被写入权威教科书。maoshan战友上面详细阐述了H3/H4 tetramer在复制过程中的维持。这种“全保留”只涉及H3/H4 tetramer，据我了解，核小体复制过程中，单个组蛋白八聚体会解离成一分子H3/H4 tetramer，与两分子H2A/H2B dimer，而新旧H2A/H2B dimer的组装是随机的。也就是说新形成的组蛋白八聚体并不一定“全保留”，因为新的H2A/H2B dimer可能与旧的H3/H4 tetramer组装，旧的H2A/H2B dimer也可能与新的H3/H4 tetramer组装。