液质联用

在作红细胞内药物的提取时，用质谱检测，但发现回收率极其低，百分之五左右。。。这是用很高浓度时测定的，用低浓度是根本测不出来的。

老师说一个原因是这个药物的确难提取，两性物质：甲氨蝶呤，似乎更偏水溶性一些。

还有一个就是离子抑制。

想问大家，怎样消除离子抑制呢?是否可以消除?

消除基质抑质的方法很多,你在本论坛中搜就可以找到.至于你的具体试验,我觉得的最需要解决的问题是色谱保留问题和提取率问题,
(1)由于色谱保留很差,前沿出峰,而全血样处理后溶剂中有大量的离子等(不可避免),会产生很强的基质抑制.建议使用很平缓的梯度,使目标化合物出峰较晚,与前沿溶剂峰分开.如果普通C18不行的话,可以用高水相柱子或C8柱等.
(2)甲氨喋呤水溶性较强,常规提取方法可能提取率很低,也可能是提取率低的一个主要原因.建议改用提取率高的溶济,或是反提的方法.
(3)由于是红细胞内药物,在你的前处理过程中,可能部分处于红细胞中的药物没有游离出来,建议使用细胞破碎剂或一些处理方法消除这方面的影响.
总之,请多查文相关文献建立方法.

不知你分析的样品中离子物质浓度是多少?要是低于10ug/mL，对仪器影响不大。注意离子源的温度要高于色谱柱使用时设定的最高稳度，如果含量在 1mg/mL，被分析物浓度较高，可采用分流进样，如果PEG浓度还高，被测物还低，建议改用其它方法，如PEG，其对离子源的污染还是比较厉害的，若只是偶尔分析一下，那就分析完了洗洗离子源。

关注中

[ 本帖最后由 piaoliang110mei 于 2008-10-8 14:37 编辑 ]

看你的描述觉得你需要解决两个问题，一个是回收率，一个是离子抑制。
离子抑制一般是基质的影响，多摸摸色谱条件，把样品和基质出峰时间分开。
看基质效应有一个用三通接针泵进质谱的方法，不知道你是否了解。

超感谢yong.chen.gss和troy.tper.lee。

ORZ

基质效应(matrix effect)：源于待测组分与生物样品中的基质成分在雾滴表面离子化过程中的竞争。由于基质中某些干扰组分的存在会使待测组分离子生成的速度同标准样品相比有显著不同，使得信号响应值产生较大变异。也有人认为基质效应是由于待测组分与基质中内源性物质共洗脱而引起的色谱柱超载所致，这些成分常因在色谱分析中与目标化合物分离不完全或未被检测到而进入质谱后产生基质效应。分为离子抑制和离子增强两种。有文献报道，基质效应主要对ESI离子化方式有显著影响。

评价方法很简单，就是在做method validation时，分别制备回收率样品和基质效应样品，然后比较二者的峰面积，待测物与内标的分别计算。

ME%=回收率样品峰面积/基质效应样品峰面积*100%

85%-115%之间认为不存在基质效应。

其中低、中、高浓度各6份，回收率样品就按照正常方法制备，基质效应样品就是把待测物和内标以流动相稀释到对应浓度即可。

避免基质效应，一句话说来就是调整色谱保留时间。通常来说死时间的基质效应最严重且多为离子抑制，要尽量避免死时间出峰。当然，也不能说避开了死时间就万事大吉。在方法开发阶段，可以做一对回收率样品和基质效应样品在不同色谱条件下考察基质效应。尽量缩短保留时间提高通量，同时避免基质效应。

也看文献说ESI源容易产生基质效应而APCI源较好，这个不太好说。

另外，优化样品预处理方法也可以在一定程度上避免离子抑制，当然也不绝对，色谱条件选好了沉淀蛋白也能做一个好方法。

在LC-MS的基质效应影响的评估中，可以比较实际样品和空白溶剂在Q1　SIM中的响应值。更加一个实际的方法是将被分析物的纯品加入空白基质和纯溶剂中，比较两者的信噪比。如果样品中被分析物浓度已知，则可将分析物加入纯溶剂中，使之达到与样品中分析物的浓度一样。如果样品中分析物浓度未知，或者是纯粹的无分析物的基质无法得到，则可用分析物的同位素内标分别加入到样品和纯溶剂中，比较二者响应差别。通常基质效应可用抑制系数衡量，绝大部分情况下降低信号响应，抑制系数<1，少数情况下，也能增强响应信号，此时抑制系数>1.