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标题:[分享帖]怎样降低MTT法试验过程中的各种影响因素?

caihong[使用道具]
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[分享帖]怎样降低MTT法试验过程中的各种影响因素?

[分享帖]怎样降低MTT法试验过程中的各种影响因素?    (转载)


怎样降低MTT法实验过程中的各种影响因素

MTT原理
MTT全称为3-(4,5)-dimethylthiahiazo (-z-y1)-3,5-di- phenytetrazoliumromide,汉语化学名为 3-(4,5-二甲基噻唑-2)-2,5-二苯基四氮唑溴盐,商品名:噻唑蓝。是一种黄颜色的染料。MTT比色法,是一种检测细胞存活和生长的方法。其检测原理为活细胞线粒体中琥珀酸脱氢酶能够代谢还原MTT,同时在细胞色素C的作用下,生成蓝色(或蓝紫色)不溶于水的甲臜(Formazan),甲臜的多少可以经溶剂溶解后用酶标仪在570nm 处进行测定。在通常情况下,甲臜生成量与活细胞数成正比,因此可根据光密度OD值间接反映活细胞的数目。该方法已广泛用于一些生物活性因子的活性检测、大规模的抗肿瘤药物筛选、细胞毒性试验以及肿瘤放射敏感性测定等。它的特点是灵敏度高、经济。

MTT法的实验操作步骤看似简单,但在学习的过程中才发现,要想得到可信而漂亮的检测结果并不是那么容易。在不断的摸索和老师的指导下,终于得到了满意的结果。在这里,我对该实验具体操作中遇到的问题进行了归纳总结。

影响因素及解决办法:

一、  影响复孔重复性的因素:
MTT法通常是在96孔板中种上细胞,然后分不同的组给药,设置对照组,以检测药物对细胞的增殖影响。设复孔的目的是对实验结果可信度的一个有效监测办法。因为复孔间的差异越小,说明操作越精确。结果的可信度也越高。那么是哪些因素影响复孔的重复性呢?
首先,应该是孔间细胞是否均匀,只有在每孔的细胞数量尽可能一致的情况下才能建立起后续试验的可信基础。保证细胞种得均匀主要靠熟练的操作,细节上是在种板的过程中,每种5到6个孔需将细胞悬液吹打几次,因为细胞在重力作用下有下沉的趋势。一般我们是设3~6个复孔,竖行排列,这样方便种板和计算。可能的情况下,多些复孔检测作用会好些。
其次,是“边际效应”,96孔板放在37℃孵箱中孵育细胞的过程中,周边孔内液体容易挥发,测定数据与中心孔有较大出入,所以周边一圈通常不种细胞而只加PBS,另外得注意保持培养箱的湿度条件。


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caihong[使用道具]
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二、  影响加药组与对照组间可比性的因素:

要得到不同药物组对细胞的抑制或促进增殖率,就必须用加药组与对照组进行比较,以对照组为基准。如果对照组的细胞出现不好的生长状态,实验结果将受到影响。
首先,细胞的接种密度不能高,要根据实验性质和实验检测的时间长短来确定所种细胞数量。通常细胞增殖实验每孔加约2X103个细胞,细胞毒性实验每孔加约5X103个细胞。具体还要根据细胞的大小,细胞的增殖速度来定。如果检测的时间长,细胞密度还得减少。我们在检测加药后120小时抑制率时所种细胞密度为每孔800个细胞。但在加药72小时后镜下的对照组开始由于拥挤增殖减慢,到96小时和120小时细胞因太密而部分死亡,而小剂量药物组反而因前期的抑制作用使细胞拥有足够的空间,出现相对增殖加快。这就造成抑制率降低甚至负抑制率的假象出现。因此,所种细胞的密度应以保证培养终止时细胞不出现过满为准。这就需要在做MTT实验前对每一种细胞就其贴壁率、倍增时间和不同接种细胞数的生长曲线来确定所种细胞密度。
另外需要注意的是药物溶媒,许多溶媒对细胞的生长都有影响,如无血清培养基、PBS、DMSO、无水乙醇等,所以对照组中一定要加入与药物组工作液相同体积的溶媒;而不同加药组的工作液体积也要保持相同,并且比例不要过多,这样才能更准确的反应结果。我们所用药物是水溶性的,所以选择了对细胞影响较小的无血清培养基,工作液体积不超过总体积的1/4,也就是200ul总体积中加50ul的工作液。

三、加DMSO前吸取上清要避免甲臜的丢失、加DMSO后需充分震荡,保证时间的一致。

通常甲臜的溶解液选用DMSO,在加入0.5%MTT孵育4h后,吸弃上清然后加入150ulDMSO。在吸上清时我们用一次性注射器,针口斜面对着孔壁,针尖沿孔壁落底后不再移动,一手扶住培养板,让板微微倾斜,一手握持注射器,用拇指和食指推动活塞匀速抽吸液体。这比用枪头或直接倾倒好操作,甲臜的丢失也会减少。
加入DMSO后需让板在震荡器上振10~15分钟,充分溶解甲臜。注意前后试验时间上的一致性。

四、溶剂的生产厂家、化学级别、批次

要保证DMSO在同组试验中的生产厂家、化学级别、批次的一致,
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utt0989[使用道具]
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看到你的原创帖子,觉得你应该在MTT实验方面比较有经验,所以想请教一下,做MTT的具体过程。
1 细胞贴壁后,是否就可以换低血清的培养基使之同步化?可不可以省去同步化这个过程?同步化时,培养基中血清的浓度大概多少?我曾换无血清的培养,发现细胞全死了,后来改5%了,但是我感觉5%是不是起不到同步化的作用了,太高了?
2最近重复做了两次MTT加药实验,效果都不好。有几点疑问想请教一下
1由于酶标仪坏了,用的是24孔板,用紫外分光光度计测得。细胞总是接种不均匀,不知道大家接种的密度怎么把握?我是先加少量的细胞悬液于孔板中,然后补加完全培养基至1毫升。但是第二天还是发现长的不均匀,有些地方很稀,有些又快接触抑制了,不知道有什么好方法可以让长的均匀些
2对于血清的影响有点疑惑。实验室传统做法是,前一天接种,第二天早上换无血清培养基,说什么同步化,(同步化是虾米意思),12小时后含药物的无血清培养基,然后24小时后做MTT。由于我的细胞是2nih3t3,用无血清培养基培养后很快萎靡了,然后死了。所以在上述步骤中换成了5%血清的培养基。但是又有师姐说血清对实验结果影响很大。我很纳闷,因为家DMSO之前,含血清的培养基已经吸走后才加的DMSO溶解,残留不多,应该影响不大啊。求教啊
3还有就是关于染菌问题。上次做过一次,发现以前没有发现的问题,加MTT前发现有漂浮物,而且貌似有很多细胞已经不是以前的形状,貌似是萎靡或死了。加MTT死小时后,漂浮物竟然染色了,有紫色的晶体。我一直以为漂浮物是死细胞,难道是细菌么?

4加滴血请培养基同步化要多久,我用了12h,但师兄说要24h,疑惑啊!是不是细胞贴壁以后就可以换培养基同步化了呢
5 为了保证细胞均匀,我想把2毫升的细胞悬液在离心管中分成四份,然后均用培养基稀释,一份离心管接四个平行孔。不知道这样会不会保证密度均匀些
问题有点多,才做生化试验,MTT遇到瓶颈了,所以很烦,还请高手给解答下哈
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回复 #3 utt0989 的帖子

做过一段时间的MTT,有一些体会。我主要是用MTT观察药物对海马神经元是否有毒性作用,关于接种密度的问题,我采用的是96孔板10^5/孔,一边接种一边不断摇晃离心管,如果不摇晃离心管,细胞会很快沉降下来,那势必会影响每孔的均匀程度。另外就是你接种之前的细胞计数要尽量准确。

你所说的“同步化”,应该是指用血清饥饿法得到G0期的细胞吧,血清含量确实影响比较大,5%的血清有点高了,0.5%-1%的小牛血清可以一试,培养48-72h;或者无血清培养24h。我养海马神经元,一般是4h贴壁之后就换无血清培养基,培养7天,每两天换一次液,第8天做MTT试验,试验时避光。
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请教一下,我用甲氨蝶呤处理细胞,检测细胞的IC50,而个别浓度出的加药物的OD值大于对照组,出现负抑制率。请问,这是跟我的细胞密度有关,还是药物配制有问题呢?还有,我的细胞状态比较好,我只处理了36小时左右,是不是药物处理时间也短了?非常感谢
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1、细胞分布不均匀的问题。我做MTT用的96孔板,一般是先用培养基配制所需浓度的药物,然后每孔加入50uL,最后再接种50uL细胞。显微镜下观察,细胞的分布还是挺均匀的。因此,我觉得还是先加培养液,再加细胞会比较好。你用24孔板的话,用较多的培养液重悬细胞,然后接种,效果可能会好些。
2、染菌问题。我做MTT也出现过染菌的情况,不过看不到漂浮物的,通常在显微镜下能观察得到,另外观察培养基的颜色也可以初步判断是否染菌,染菌的孔,培养基会更加混浊一些。
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1, 刚开始我们也做过用无血清培养基同步化的过程,确实对细胞影响较大。而且在接下来的流式侧凋亡的实验中发现无血清培养基本身就可诱发凋亡,于是取消了无血清同步化的过程。为了前后试验的一致,我又补充了不用无血清同步化的MTT检测。
2,对96孔板细胞的具体铺板,我们一般是把消化下来的细胞悬液计好数后取60个孔所要的细胞数体积,进一步稀释成7ml,每孔种100ul。周边一圈加pbs。
3,对24孔板种板,有几种方法,一是先加细胞,后加培养基,8字型晃动;一是先加细胞,然后用枪头加培养液时吹打几次。枪头可以剪去一些,这样开口大些,吹打起来柔和些;我想最关键还是细胞的密度不能太大,密度大了很难铺开均匀。
一点点经验,大家共同学习!
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请教一下,我用甲氨蝶呤处理细胞,检测细胞的IC50,而个别浓度出的加药物的OD值大于对照组,出现负抑制率。请问,这是跟我的细胞密度有关,还是药物配制有问题呢?还有,我的细胞状态比较好,我只处理了36小时左右,是不是药物处理时间也短了?非常感谢

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可能是种板不匀吧!
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4加滴血请培养基同步化要多久,我用了12h,但师兄说要24h,疑惑啊!是不是细胞贴壁以后就可以换培养基同步化了呢
5 为了保证细胞均匀,我想把2毫升的细胞悬液在离心管中分成四份,然后均用培养基稀释,一份离心管接四个平行孔。不知道这样会不会保证密度均匀些
问题有点多,才做生化试验,MTT遇到瓶颈了,所以很烦,还请高手给解答下哈

1.同步化的目的是不同药物刺激组从同一个起点开始——对比有针对性
2.抗癌药物筛选一般做同步化——不同药物从同一起点出发,对比药物对细胞的影响
3.缺氧复氧可以不用做同步化——药物的浓度梯度足以区分不同组之间的差异了;
4.细胞增殖,细胞毒性实验——一般不做,除非作用药物是针对周期影响的;
5.药物对细胞某一因子的影响——做同步化;一般这种实验药物浓度较低;
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5 为了保证细胞均匀,我想把2毫升的细胞悬液在离心管中分成四份,然后均用培养基稀释,一份离心管接四个平行孔。不知道这样会不会保证密度均匀些
问题有点多,才做生化试验,MTT遇到瓶颈了,所以很烦,还请高手给解答下哈

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这样做理论上是会保证种板均匀,但操作起来很麻烦,种板多的时候就不太实际了。你有没有计算过这样种一块板要多长时间?
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