小中大1、不要等一瓶细胞培养液完全用完,才启用第二瓶。最好第一瓶还剩一点时,就启用第二瓶,如果第二瓶培养液有问题(如被污染),不致于毁掉你所有的细胞。
同意
2、不要指望让自己的所有细胞“步调一致”,即在准备用来做实验的几瓶细胞较一致的同时,使另几瓶细胞量有多有少,以确保细胞不致于同时长过了死掉,或同时因瓶内细胞太少没长起来。
同意
3、有时候经验上的“多少瓶细胞长多满能接种多少块培养板”,比细胞计算板来得更可靠,毕竟用细胞计算板计算其实夹杂了太多主观因素。
不同意。如果计数板夹杂太多主观因素,那你说的主观因素就更多了,细胞也就没法计数了。
不好意思,是我没表达清楚。心里是想说在“多少瓶细胞长多满能接种多少块培养板”的一个经验值基础上再用计数板计数。算是“双保险”吧,哈哈。说得欠妥,多谢指正。
4、有时遇上长假,又不想把细胞都冻起来(毕竟重新复苏的细胞状态还是要差点),可以把吹打过细胞的吸管的头在新培养瓶的培养液中沾一下,继续培养,一般能保持一个星期以上没有问题。各人可以根据自己的细胞摸索一下。
这样看是什么细胞了,vero还可以,其它的,需要高营养的,细胞失去细胞间连接,直接over掉。
当然只适用于部分种类的细胞,所以我说“各人可以根据自己的细胞摸索一下”嘛。
5、关于胰酶消化贴壁细胞,其活力主要在于浓度。所以我消化细胞时喜欢在倒掉旧培养液后将培养瓶立起来几十秒,吸去流下的培养液,吸极少量胰酶润一润,再吸走,再吸入一点点胰酶消化,轻轻摆动培养瓶,让胰酶浸润到所有的细胞。我试过多种细胞,一般这样消化个一两分钟,就可以吹打了。一般1ml胰酶能消化2~3瓶细胞没问题,而且效果强于倒掉旧培养液后直接滴入1ml胰酶消化10分钟(毕竟倒掉旧培养液后瓶内不止残留1ml旧培养液,再入1ml胰酶,其浓度只有原来的一半)。这是我看到别人的经验后试了下,改了下,不全是我自己的。
这么麻烦,你为什么不用PBS、或无血清培养基清洗一遍?这样不就避免残留的含血清培养基影响胰酶的消化能力了吗?(胰酶的消化能力还和pH和温度有关)
胰酶消化能力确实也会受到pH、温度等影响,但我们一般都不会为了消化刻意去改变pH和环境温度。用PBS或无血清培养基清洗后最好还是要把瓶子立起来十来秒,然后吸走残液再加胰酶,不然胰酶的浓度同样要被稀释,因为残液往往都不止1ml,将1ml胰酶加进去,浓度只剩一半了。
多谢参与讨论!