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标题:【讨论帖】做磷酸化蛋白的Western blotting之我见

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31
 
今天终于如愿以偿作出了自己想要的条带!
另外再请问下,
1.在磷酸化蛋白一抗(5%BSA稀释)中加叠氮钠以增加反复使用次数合适吗?
2.添加后在4度冰箱中能放多久?
3.记得llllcjchina大侠在上次贴中曾提到一抗稀释后要放置-20度保存,哪添加叠氮钠后还需要放置-20度吗?
4.添加叠氮钠后的一抗在重复使用时需补充少量一抗吗?以前师兄曾告诉我,叠氮钠会使一抗效价下降或损耗一抗,是这样的吗?
谢谢!
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本人做了磷酸化蛋白的WB有几个月了,一开始得出的结果却发现是非特异性条带,差点崩溃掉。
昨天再做了一次WB。具体过程如下,请大侠们指教:
提取样品:
预冷的PBS清洗3次,细胞刮收集细胞,4度离心5分钟后,加入裂解液(含有ROCHE的蛋白酶抑制剂及磷酸酶抑制剂,PMSF),冰上裂解30分钟,4度离心15分钟收集上清液。
蛋白变性:
提取蛋白后立即加入RIPA及Loading buffer,100度变性5分钟,短暂离心,﹣80度保存
电泳:
Sep GEL 7%过夜
stack gel 80伏 18分钟
sep gel 100伏 80分钟
转膜
PVDF膜活化5分钟
转膜 100伏 3h
TBS 15min 3次
封闭液
5%脱脂牛奶(完全按照一抗说明书)1h
blotting buffer(按照一抗说明书配置) 15min 3次
一抗(按说明书配置) 4度 过夜
blotting buffer 15min 3次
二抗(中杉金桥)1h
blotting buffer 15min 3次
ECL 发光液+H2O2 2 min
曝光

结果发现,连beta-actin 都没有条带,甚至在暗房中也没看见发光

请各位大侠帮忙分析一下吧
再不出结果,老板就会。。。
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发现没有结果后,我用0.1%NaOH洗膜5min ,TBS 15min 3 次
5%BSA封闭(因为本次用的一抗CST建议使用BSA)1h
TBST 15min 3 次
一抗(按CST的要求配置5%BSA稀释)4度过夜
明天准备改用ODYSSEY来看
祈求明天会看到东西
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另外再请问下,
1.在磷酸化蛋白一抗(5%BSA稀释)中加叠氮钠以增加反复使用次数合适吗?
2.添加后在4度冰箱中能放多久?
3.记得llllcjchina大侠在上次贴中曾提到一抗稀释后要放置-20度保存,哪添加叠氮钠后还需要放置-20度吗?
4.添加叠氮钠后的一抗在重复使用时需补充少量一抗吗?以前师兄曾告诉我,叠氮钠会使一抗效价下降或损耗一抗,是这样的吗?
谢谢!

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回答:
1,个人感觉,叠氮钠并不能很好地增加一抗的使用次数。而且叠氮钠会抑制HRP活性,我自己觉得没必要加。
2,稀释后的一抗建议不要放在4度冰箱太久,要放置-20度保存。
3,叠氮钠可以抑菌,稳定抗体,添加叠氮钠后稀释后的一抗在4度可以保存略久一些,但它确实可以使稀释后的抗体效价一降。
总之,我不建议在稀释后的抗体中加叠氮钠。
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本人做了磷酸化蛋白的WB有几个月了,一开始得出的结果却发现是非特异性条带,差点崩溃掉。
昨天再做了一次WB。具体过程如下,请大侠们指教:
提取样品:
预冷的PBS清洗3次,细胞刮收集细胞,4度离心5分钟后,加入裂解液(含有ROCHE的蛋白酶抑制剂及磷酸酶抑制剂,PMSF),冰上裂解30分钟,4度离心15分钟收集上清液。
蛋白变性:
提取蛋白后立即加入RIPA及Loading buffer,100度变性5分钟,短暂离心,﹣80度保存
电泳:
Sep GEL 7%过夜
stack gel 80伏 18分钟
sep gel 100伏 80分钟
转膜
PVDF膜活化5分钟
转膜 100伏 3h
TBS 15min 3次
封闭液
5%脱脂牛奶(完全按照一抗说明书)1h
blotting buffer(按照一抗说明书配置) 15min 3次
一抗(按说明书配置) 4度 过夜
blotting buffer 15min 3次
二抗(中杉金桥)1h
blotting buffer 15min 3次
ECL 发光液+H2O2 2 min
曝光

结果发现,连beta-actin 都没有条带,甚至在暗房中也没看见发光

请各位大侠帮忙分析一下吧
再不出结果,老板就会。。。

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blotting buffer是什么?是TBST吗?
如果连actin都没有条带的话,原因就有很多了,所以就无从给你建议了。
也有可能是哪一个试剂变质了。
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发现没有结果后,我用0.1%NaOH洗膜5min ,TBS 15min 3 次
5%BSA封闭(因为本次用的一抗CST建议使用BSA)1h
TBST 15min 3 次
一抗(按CST的要求配置5%BSA稀释)4度过夜
明天准备改用ODYSSEY来看
祈求明天会看到东西

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我没有用0.1%NaOH洗膜过,我不知可行不可行。
建议您先压好做一点的actin吧,实验要一步一步做,先把actin做不出来的原因找到。
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有战友问:
再次请教,请问,对于42KD的蛋白,SDS-PAGE的胶浓度是选10%的好还是12%的好?跑胶时用一块胶好还是两块胶好?我个人经验是跑一块胶(30mA浓缩胶-20mA分离胶)的效果比两块胶(60mA浓缩胶-40mA分离胶)好,不知道是不是电流的原因?还有转膜的时间与电流强度与蛋白分子量大小有具体的公式吗?
谢谢!

回答:
对于42KD的蛋白,SDS-PAGE的胶浓度是选10%或者12%都可以,可以根据您要做的另一个蛋白的分子量来选择。如果只做这单一蛋白WB,10%即可。

跑一块胶(30mA浓缩胶-20mA分离胶)的效果比两块胶(60mA浓缩胶-40mA分离胶)好,是因为:1,running buffer用于一块胶或两块胶的效果略有差异。2,因为您是固定电流,而没有固定电压,所以可能跑两块胶造成的电压变化可能较大。

目前我并没有看到“转膜的时间与电流强度与蛋白分子量大小”有具体的公式,只有大约的估计:蛋白分子量越大,转膜的时间与电流强度要越久越强。
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我没有用0.1%NaOH洗膜过,我不知可行不可行。
建议您先压好做一点的actin吧,实验要一步一步做,先把actin做不出来的原因找到。

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同意你的说法

我试过NaOH洗膜
这种方法行不通
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我是做p-akt的,做来作去胶片都是空白,昨天按照建议,洗涤时间缩短,膜上亮了一片,一压胶片就全曝光了,根本看不出条带了。请问有什么建议?很急,请帮帮忙啊!
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我是做p-akt的,做来作去胶片都是空白,昨天按照建议,洗涤时间缩短,膜上亮了一片,一压胶片就全曝光了,根本看不出条带了。请问有什么建议?很急,请帮帮忙啊!

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你以前做都是空白,现在洗涤时间缩短,却膜上亮了一片。如果只是洗涤时间缩短的话,按理说不应该如此的。那您洗多短时间?几次?有可能您这次的其它条件改变了,而您不知道,请查一下这次实验有什么操作或试剂改了。
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