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标题:【求助】关于考马斯亮蓝染色问题

66小飞侠[使用道具]
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1. 染色液配方:

MW
CBB G-250    854.0  试剂纯 0.10g
冰醋酸    60.05  分析纯  70ml
甲醇    32.04  分析纯  250ml
去离子水        680ml

2. 脱色液配方:

冰醋酸    60.05  分析纯  70ml
甲醇    32.04  分析纯  250ml
去离子水        680ml

染色10-30分钟,脱色至背景无色蛋白条带清晰为止,中间可更换一次脱色液,染色液可回收再次使用。

3. 小分子条带不清晰是正常现象。

4. 建议浓缩胶80v,分离胶160v
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fox_79[使用道具]
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起码5小时以上或者染色过夜
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BOSS2011[使用道具]
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不用单独去固定胶,如果用Helan或类似的配方,染色液就可以固定。
,380伏,30毫安,你可以算一下功率是多少瓦,我觉得有点大,最好调整一下。
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okhaha[使用道具]
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我开始考染时,染得也不太清楚,我的看法是:
1、最好先固定、后染色、脱色,固定最好不要省,关键染色时间要足够长,我一般过夜,而且,染色液用过一段时间会变稀,也会影响染色效果,需要重配。
2、是不是蛋白上样量太少,或电泳没完全分开,可能使一些带不够清楚,因为考染毕竟灵敏度不如银染。
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大脑门儿儿[使用道具]
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您好,我是做肽的电泳的 能否参考这种方法?
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lgm[使用道具]
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推荐一个极为优秀的配方:
染色液:考马斯亮蓝R-250 1g,乙醇45%,冰乙酸 10%,加水定容至1000ml。
脱色液:冰乙酸10%,乙醇30%。

我们是实验室每天五台电泳仪做SDS-PAGE,都是用的这个配方,人格担保绝对好用。没有甲醇,减少毒性,效果一样好。

加入染色液100ml,加盖微波煮沸,振摇染色2-3min,回收染色液,自来水漂洗,加脱色液50-100ml,脱色10-20min,观察。整个过程绝对不超过40min,过夜染色真没必要。我用500ml的染色液,每次用完回收,可以用几十次上百次,最后有机溶剂挥发光了,染完色,胶变的很大,就要重配了。配制好的染色液可以存放很长时间,想等它坏掉不知要几年时间。

10KD以下的蛋白条带都是弥散的。需要看小分子量可以用trisin胶。

电泳液按照分子克隆配制,时间久了胶上会有背景。哈哈,有一次我曾经误用稀释10倍的电泳液,条带会走的慢些,不过效果还是不错,10KD的条带在12%的胶上都能看到。
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leifengta[使用道具]
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按照分子克隆操作就OK了
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wmp1234[使用道具]
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请教高人,我的胶脱色后,缩小了30%!

而且染色效果也不是很好。底色很重,蛋白条带还不明显!
染液配方:500mL 甲醇,100mL冰醋酸,400mL 水,2.5g R-250
脱色液配方:500mL 甲醇,100mL冰醋酸,400mL 水
染色:染色液200mL,4小时
脱色:脱色液500mL,过夜
实验室没有脱色摇床,我用的振荡器最低速度振荡的
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zranqi_1[使用道具]
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QUOTE:
原帖由 wmp1234 于 2013-7-30 18:09 发表 bbcodeurl('http://bbs.antpedia.com/images/common/back.gif', '%s')
请教高人,我的胶脱色后,缩小了30%!

而且染色效果也不是很好。底色很重,蛋白条带还不明显!
染液配方:500mL 甲醇,100mL冰醋酸,400mL 水,2.5g R-250
脱色液配方:500mL 甲醇,100mL冰醋酸,400mL 水
染色:染色液200mL,4小时
脱色:脱色液5 ...

此方法灵敏度不高,时间太长。
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