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标题:【求助】为什么双向电泳两块平行胶的蛋白点数量具...

woshiduiyan[使用道具]
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【求助】为什么双向电泳两块平行胶的蛋白点数量具...



在双向之前跑过单向,电泳图谱还是不错的,两个蛋白样品之间具有条带差异,但在条带数上基本还是差不多的。跑双向的时候,同样操作的两块胶,我用来作为参照的那块胶的蛋白点数量明显要少于另外一块胶,做了几次都是这样,请问这大概会是由什么引起的?一直找不原因,都郁闷死了:(
另外,把SDS-PAGE的差异条带割下来去做质谱的可行性高吗?
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1D的差异和2D的差异是非常显著的.SDS-PAGE胶展现的差异只要不是2个样品上样差别特别明显影响不是特别大,这是由于SDS-PAGE胶的低分辨能力造成的.但是2D充分将蛋白展开后你就会发现许多许多差异,这些差异的来源:1真正的差异,2实验操作带来的差异3.上样量不同带来的差异.
你所关心的是1.但是2.3你可以尽量通过操作来减少他们的影响.即使是同一个样品同时进行2DE,结果也会有差异,这是不可避免的,所以你要多平行操作几次来消除这种误差.要做差异蛋白质组比较,2个样品上样量的要求比较严格,这样的结果才有可比性.你的参造胶蛋白数量少可能是你2个样品上样量不一样造成的.
另外SDS-PAGE差异条带切下来做质谱是不可行的.你的差异条带不是单一成分,是许多蛋白混合物,而且你切带不能保证2个差异带的准确性(就是说你也许会在某块胶上多切下来条带,但是你却不知道).质谱对于这种不纯的混合样品分析能力很有限.另外你样品蛋白表达量的差异是无法通过质谱展现的.
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在双向电泳蛋白样品的制备中,我已经较严格地控制蛋白上样量的一致性了。但在将蛋白样品用丙酮沉淀下来后再用丙酮洗涤以去除杂质的过程中,会导致部分蛋白质的丢失,从而造成上样量的差异,不知道有没有什么方法可以尽量减少这种误差?
我现在着重比较两个样品间蛋白有无的差异,对于表达量的差异暂时先不考虑了:)
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你应该将样品制备,纯化完以后测定样品浓度啊.然后再确定2个样品的上样量,不能测定完浓度再纯化的啊.纯化丢失是一定的.
你做的是什么样品呢?能说出来大家交流下吗.我一般做细菌全菌蛋白样品,用TCA-丙酮沉淀方法制备样品,效果不错的.
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不知道您所指的纯化是指什么步骤?
我做的也是细菌胞内的全细胞蛋白,收集菌体后,洗涤,超声破碎,高速冷冻离心,离心后得到的上清液就是我所要的蛋白样品了。取这些上清来测定蛋白含量,然后根据测得的蛋白含量来决定我需要取多少体积的上清液进行丙酮沉淀,两个样品沉淀下来的蛋白量是一样的。沉淀所得的蛋白再经丙酮洗涤并干燥后用双向电泳的溶胀液溶解,溶解后的液体就用来跑2D了。
不知道你的样品制备流程是怎么样?希望可以多多交流
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相关疾病:
鼠疫结核病
你好!我做过幽门螺杆菌,霍乱弧菌,鼠疫EV株和结核分支杆菌.基本都是采取的丙酮-TCA沉淀方法,效果都还可以,结核杆菌效果不是特别好,改进中.感觉你的步骤存在问题.咱们交流下:
方法一
1.集菌,用生理盐水洗菌(洗去培养基及碎片),洗菌3次,
2.收集沉淀,加入10倍体积预冷的丙酮-TCA(含DTT)沉淀蛋白.(一般的G-菌在加入丙酮-TCA后菌体基本都会破裂,菌体蛋白沉淀,我做的结核细胞壁特殊,丙酮-TCA破菌效果不是特别理想,我在沉淀蛋白前先对菌超声破菌,直接用去离子水即可.丙酮-TCA对于脂类,核苷,内源性小分子物质祛除效果明显.同时可以抑制蛋白酶活性,不必添加蛋白酶抑制剂.).-20冰箱,4小时.离心去上清
3.蛋白沉淀加入预冷的丙酮(含DTT),悬菌,(清洗残留的TCA).-20冰箱,1小时.离心去上清
4.干燥蛋白(我用低温真空干燥,效果很好,1小时就能得到蛋白干粉,这时获得的蛋白干粉已经很纯)
5,加入裂解液溶解蛋白(裂解液:2M硫脲,7M尿素,4%CHAPS,1-2%%DTT,0.5%-1%IPGbuffer,充分接触蛋白干粉,)4度冰箱过夜.
6.取出超声(过夜后你发现可能不是所有蛋白都溶解了,可能还有部分黄色未溶解物质,不要担心,超声助溶就可以了,同时可以通过超声破碎染色体,不用再添加DNAase了,冰浴超声,10秒间隔10秒,10次,蛋白全部溶解,呵呵)
7,高速离心,(祛除超声后的碎片)
8,取上清,分装,-70冰箱保存就OK了,记得取一点来测定蛋白浓度
使用时取出完全融化就可以了.不用再丙酮沉淀了.再沉淀的话损失很多.上样时用水化液稀释到上样体积就可以了.
方法二
你也可以收集菌体后,洗涤,加入裂解液(含蛋白酶抑制剂和DNAase)超声破碎,高速离心,离心后得到的上清液就OK了,测定蛋白浓度后就可以使用了很多人也用这种方法,但是也不要再沉淀了,沉淀会使你蛋白丢失造成测定的浓度不准的.
方法一制备的样品杂质较少,图的效果好.但是会有部分蛋白丢失,
方法二制备过程简单,蛋白丢失少,但是干扰成分较方法一多
你可以根据自己实验选择,其实有些步骤可以调整,但是原理是相通的.
祝好运!
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我所说的纯化只不过是在蛋白样品制备过程中尽量祛除掉干扰物质,你所制备样品的方法不太科学.你在制备样品过程中就应该尽量祛除干扰物质,测定完浓度就不要再用丙酮纯化了,象这样你测定的浓度就没有意义了.纯化是应该在测定浓度之前完成的.
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谢谢你详尽的解释Smile
在这方面我是新手上路,很多地方都是一知半解,感觉你在2D这一块经验十分丰富,以后可能还要向你多多请教Smile
另外顺便再请教一下你跑第一向等电聚胶时的电泳程序。我现在跑7cm的小胶条,电泳条件是 低电压30v溶胀 10hrs; 100v 30mins; 500v 30mins; 5000v 1hr 40mins。蛋白点少是否跟第一向聚焦不充分相关?延长最后5000V的聚焦时间是否有助于改善这一状况?
真是麻烦你了,十分感谢!
谢谢谢谢!!!
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IEF条件应该和你使用的仪器和你具体实验样品有关系.你按照使用说明操作基本就可以,其实做的多了,你自己也可以根据需要调节IEF时间,但是总的原则不变,感觉你的聚焦时间不足.
我一般7厘米小胶
30V 5-6H
60V 5-6H
100V 0.5H
300V 1H
600V 1H
1000V 1H
8000V 1.5H (小胶电压很难达到8000V,你也可以设定4000V 3H)
或者
30V 10-12H
200V 1H
500V 1H
1000V 1H
8000V 1.5H
其实前面的时间主要是除盐和泡涨胶条,你可以根据自己的时间安排调整.关键步骤是最后的聚焦,感觉你的聚焦不是很足,你的聚焦才5000*1.6=8000Vhs,我们一般都要8000*1.5=12000Vhs ,你的图象是否存在模糊的横条纹呢,如果明显,可能和你聚焦不足有关系.蛋白点少未必和聚焦关系很大,倒是聚焦过度可能会造成蛋白的不溶,在2向上点减少.蛋白点少可能主要还是和你的上样量有关.
我也在不断摸索中,你客气了.多交流!
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现在在重新准备样品,希望可以跑出比较理想的电泳图谱:)
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