小中大我养过，但是是大鼠的，我的实验方法如下：
实验方法：
1．大鼠前脂肪细胞的原代培养：颈椎脱臼法处死大鼠，75%酒精浸泡消毒15min，切取皮下脂肪组织约10g。Hanks液洗涤，分离去除脂肪组织中肉眼可见的纤维成份及血管。剪碎成约2mm×2mm的小块，加入消化液，置37℃，空气摇床100rpm消化。2hr后，1000rpm离心5min，去除漂浮的脂肪细胞及培养液，沉积的细胞用红细胞裂解液再次配成细胞悬液，37℃孵育10min，以去除污染的红细胞，150μ尼龙网过滤，Hanks液洗涤并离心2次，每次1000rpm,5min。沉积的细胞用培养基A制成细胞悬液，调节浓度2×105/ml接种于培养瓶中。置37℃，体积分数5%CO2培养箱内孵育72hr后，细胞换液，一周以后可以传代。
2.细胞的分化：细胞贴壁72hr后Hanks轻轻洗去培养瓶内未粘附的物质，换用培养基C诱导和维持脂肪细胞分化，3d以后更换为培养基B，以后每三天换一次液。
培养基A（增殖培养基）： DMEM/F12 11.2g/L
10%小牛血清,
L-Glutamin 0.35g/L
Hepes 15mmol/L
NaHCO3 15mmol/L
青霉素 100U/ml
链霉素 100ug/ml
培养基B（诱脂培养基1）：DMEM/F12 11.2g/L
NaHCO3 15mmol/L
Hepes 15mmol/L
泛酸盐 17µmol/L
生物素 33µmol/L
人转铁蛋白 17µmol/L
青霉素 100U/ml
链霉素 100ug/ml
氢化可的松 100nmol/L
胰岛素 60nmol/L
T3 0.2nmol/L
培养基C（诱脂培养基2）：DMEM/F12 11.2g/L
10%小牛血清,
IBMX 0.25mmol/L
L-Glutamin 0.35g/L
Hepes 15mmol/L
NaHCO3 15mmol/L
青霉素 100U/ml
链霉素 100ug/ml
0.22µm过滤除菌，-20℃保存。
消化液：胶原酶Ⅰ 150mg
牛血清白蛋白 2g
0.01M的PBS定容至100ml
2.2红细胞裂解液：EDTA 0.1 mM
NH4Cl 150mM
K2HPO4 5.7mM
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我想问一下如果是3T3L1的话诱脂培养基有什么不同，我看过文献每个人做的都不完全一样！很多人血清浓度还是用的10%但是最新的观点认为分化时无血清较好，请教各位大虾，我的分化培养基该如何配！多谢！新手上路，请多关照！
