[讨论帖]肿瘤细胞培养 - 经验共享

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标题:[讨论帖]肿瘤细胞培养

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小中大

自身骨髓移植的现状如何?
　　自体骨髓移植(ABMT)因不受供者来源限制，移植后并发症少，近年来发展迅猛。到1995年，ABMT病例数已超过Allo-BMT，尤其是对实体瘤具有Allo—BMT无可替代的优点。
IBMTR的报告：
　　858例CR l期AML、102例CR l期ALL患者ABMT后3年LFS分别为(50 ± 4)％、 (43 ± 12)％；
　　49例CR l期、463例首次复发后、224例CR2期、257例从未缓解的霍奇金病患者ABMT后3年生存率分别为(86 ± 12)％、(60±6)％、(76 ± 8)％、 (49 ± 9)％；
　　CR l期143例、首次复发594例、CR2 期250例、从未缓解者426例中度恶性非霍奇金淋巴瘤, ABMT后3年生存率分别为(68± 10)％、 (45± 5)％、 (60±8)％、 (40 ± 7)％；
上述这些均提示 ABMT对AL及淋巴瘤、某些实体瘤具有良好治疗效果。
自体骨髓移植存在问题：
　　ABMT较异基因骨髓移植的复发率高是其主要缺点。
　　其原因可能是：
　　1、移植物中含有肿瘤细胞；
　　2、自身骨髓移植缺乏GVL作用。
　　近几年针对上两个问题进行了大量研究，即用体外净化技术清除移植物中残留细胞。有关这方面的报道较多，但临床效果有待评估。目前主要方法包括物理学和免疫学两类方法。
为进一步清除体内残留的肿瘤细胞，移植后可采用小剂量化疗或生物反应调节剂如自身GVHD、IL—2、干扰素等治疗。
　　异基因骨髓移植及自身骨髓移植有什么不同? 各自的优点缺点是什么?

项目
自身骨髓移Auto-BMT 异基因骨髓移植Allo-BMT

干细胞来源
患者本人正常供者

优点
①不受供者限制 ①复发率低

②年龄的限制较宽 ②长期无白血病生存率高

③移植并发症少③治愈某些疾患的唯一方法

④不发生GVHD ④适应证广泛

⑤移植后生活质量好 ⑤不需要冷冻和净化技术

⑥我国易开展

存在问题容易复发供者来源有限

②骨髓须冷冻保存易发生GVHD,移植并发症多症

③缺乏GVL作用 ③患者(受者)年龄＜55岁

④骨髓须净化处理 ④须使用免疫抑制剂

⑤长存活者生活质量差

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小中大

造血干细胞移植的适应症及疗效

造血干细胞的适应症有哪些？
　　㈠血液系统恶性肿瘤：慢性粒细胞白血病慢性期、急性髓细胞白血病、急性淋巴细胞白血病、非霍奇金淋巴瘤、霍奇金淋巴瘤、多发性骨髓瘤、骨髓增生异常综合征。
　　㈡血液系统非恶性肿瘤：再生障碍性贫血、范可尼贫血、地中海贫血、镰状细胞贫血、骨髓纤维化、重型阵发性睡眠性血红蛋白尿症、无巨核细胞性血小板减少症。
　　㈢其它实体瘤：乳腺癌、卵巢癌、辜丸癌、神经母细胞瘤、小细胞肺癌等。
　　㈣免疫系统疾病：重症联合免疫缺陷症、严重自身免疫性疾病。

　　造血干细胞移植疗效如何?
　　由于造血干细胞移植须进行大剂量放化疗，最大限度地杀伤肿瘤细胞，显著提高了临床疗效。
　　急性白血病、慢性粒细胞白血病、淋巴瘤的长期生存率分别为50％— 70％、
70％—80％和60％—80％，明显高于常规化疗。重型再生障碍性贫血治愈率也达到70％—80％。另外近年来在乳腺癌等实体瘤中应用越来越广泛，并且获得了良好的疗效。

　　影响骨髓移植的疗效因素有哪些?
　　㈠移植患者病情：
　　骨髓移植复发率与移植时病情有关。对于急性白血病在CR l期疗效最好，复发率约为20％左右，而在 CR2期或复发期移植复发率达50％以上。
　　对于慢性白血病患者，异基因干细胞移植是唯一的治愈方法，疗效在慢性期最好，急变期最差，一般讲从诊断至移植时间长，疾病处于进展期的患者疗效差。

　　㈡对放化疗的敏感性：
　　大剂量放化疗预处理是清除体内肿瘤细胞的主要方法，故肿瘤细胞对放化疗敏感性直接影响移植疗效。
　　㈢移植物质量：
　　对于自体骨髓移植，何时采集骨髓、移植患者缓解质量及骨髓冷冻储存技术、骨髓净化效果均影响患者长期生存的质量。
　　㈣预处理方案：
　　移植后疾病的复发率与预处理方案的强弱有关，复发多在1年以内，复发的白血病多数来自患者原来的细胞。
　　㈤年龄：
　　也是影响疗效的一个因素，供受体均在20岁以下者疗效最佳，患者年龄大于30岁者略差，40岁以上的患者其BMT的疗效与单纯化疗无显著差异。
㈥ HLA匹配程度：
异基因移植的主要并发症是移植物排斥和GVHD，与HLA匹配程度密切相关。

　　非相关的HLA相配合的骨髓移植后存活情况如何?应用前景如何?
　　异基因造血干细胞移植应用最大限制是HIA相匹配的同胞供者有限，只有30％可进行同胞之间移植。为解决供者来源，1970年开始欧美国家相继建立骨髓库，对献髓志愿者进行HLA配型，到1998年10月为止全世界已有529万人申请登记，并对其中30％做了HLA配型。目前非血缘性BMT为异基因BMT的25％左右。而且处于上升趋势。
影响非血缘性BMT的主要因素是供受者之间主要或次要组织相容性抗原差异，由此出现较高的移植物排斥、GVHD等合并症，严重影响临床疗效。
　　美国国家骨髓供者规划署报道，1184例CML接受无关供者Allo-移植，分析779例CML-CP 3年无病生存率为40％；在年龄＜35岁组，采用HLA相合供者在确诊后1年期内接受移植的CP期患者3年无病生存率显著提高，达到51％-71％。
血清学配型确定的表型是一个较粗的指标，目前许多单位已采用新的基因型配型技术为选择供者提供更为准确HIA的配型依据；新近研究的UDBM—CD34+细胞移植和体内T细胞去除法，已应用于临床，据报道移植后患者移植相关合并症降低，生存率明显提高。
随着GVHD发病机制的研究、HLA配型技术、免疫抑制剂、生物技术的发展，非血缘性BMT将成为造血干细胞的主要来源之一，尤其在我国具有更为广泛的应用前景。

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小中大

细胞培养技术

出处：西京医院妇产科 --医海拾贝

一、细胞培养基本概念
　　细胞培养是指从体内组织取出细胞摹拟体内出现环境，在无菌、适当温度及酸碱度和一定营养条件下，使期生长繁殖，并维持其结构和功能的一种培养技术。细胞培养的培养物为单个细胞或细胞群。
　　在医学遗传学研究中应用最广泛的是外周血淋巴细胞、皮肤或纤维细胞和各种能在体外长期生长的细胞系。外周血淋巴细胞培养具有时间短、技术简便、可重复取材等优点，它在临床染色体分析中使用最广泛。体外培养细胞株可在培养过程中发生自发的或在外界作用下的转化，成为永久细胞系，也可直接建成永久细胞系，永久细胞系能在体外无取制的传代和生长。永久细胞系通常具有非整倍体细胞和各个细胞的核型不完全相同特征。但细胞克隆的细胞系其这一特征可以不明显。
二、细胞培养的环境
　　细胞在体外培养中所需的条件与体内细胞基本相同。
　　1、无污染环境
　　培养环境无毒和无菌是保证细胞生存的首要条件。当细胞放置于体外培养时，与体内相比细胞丢失了对微生物和有毒物的防御能力，一旦被污染或自身代谢物质积累等，可导致细胞死亡。因此在进行培养中，保持细胞生存环境无污染、代谢物及时清除等，是维持细胞生存的基本条件。
　　2、恒定的温度
　　维持培养细胞旺盛生长，必须有恒定适宜的温度。人体细胞培养的标准温度为36.5℃±0.5℃，偏离这一温度范围，细胞的正常代谢会受到影响，甚至死亡。培养细胞对低温的耐受力较对高温强，温度上升不超过39℃时，细胞代谢与温度成正比；人体细胞在39-40℃1小时，即能受到一定损伤，但仍有可能恢复；在40-41℃1小时，细胞会普遍受到损伤，仅小半数有可能恢复；41-42℃1小时，细胞受到严重损伤，大部分细胞死亡，个别细胞仍有恢复可能；当温度在43℃以上1小时，细胞全部死亡。
　　3、气体环境
　　气体是人体细胞培养生存必需条件之一，所需气体主要有氧气和二氧化碳。氧气参与三羧酸循环，产生供给细胞生长增殖的能量和合成细胞生长所需用的各种成分。开放培养时一般把细胞置于95%空气加5%二氧化碳混合气体环境中。
　　二氧化碳既是细胞代谢产物，也是细胞生长繁殖所需成分，它在细胞培养中的主要作用在于维持培养基的PH值。大多数细胞的适宜PH为7.2-7.4，偏离这一范围对细胞培养将产生有害的影响。但细胞耐酸性比耐碱性大一些，在偏酸环境中更利于细胞生长。有资料显示，原代羊水细胞培养PH6.8时最适。
　　细胞培养液PH浓度的调节最常用的为加NaHCO3的方法，因为NaHCO3可供CO2，但二氧易于逸出，故最适用于封闭培养，而羟乙基哌嗪乙硫磺酸（HEPES）因其对细胞无毒性，也起缓冲作用，有防止PH迅速变动的特性而用于开放细胞培养技术中，其最大优点是在开放式培养或细胞观察时能维持较恒定的PH值。

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小中大

4、细胞培养基
　　培养是既是培养细胞中供给细胞营养和促使细胞生殖增殖的基础物质，也是培养细胞生长和繁殖的生存环境。培养基的种类很多，按其物质状态分为半固体培养基和液体培养基两类；按其来源分为合成培养基和天然培养基。
　　（1）合成培养基：合成培养基是根据细胞所需物质的种类和数量严格配制而成的。内含碳水化合物、氨基酸、脂类、无机盐、维生素、微量无素和细胞生长因子等。单独使用细胞虽有生存但不能很好的生长增殖。
　　（2）天然培养基：使用最普遍的天然培养基是血清，基本以小牛血清最普遍。血清由于含有多种细胞生长因子、促贴附因子及其多活性物质。与合志培养基合用，能使细胞硕利增殖生长。常见使用最为5-20%。
三、细胞培养设施和基本条件
　　1、实验室设计
　　细胞培养是一种无菌操作技术，要求工作环境和条件必须保证无微生物污染和不受其它有害因素的影响。细胞培养室和设计原则是防止微生物污染和有害因素影响，要求工作环境清洁、空气清新，干燥和无烟尘。细胞培养工作包括：工作液配制、无菌操作（采样）、温育、无菌处理，细胞和用品贮存等。细胞培养室的设计实施原则一般是无菌操作区设在室内较少走动的内侧，常规操作和封闭培养于一室，而洗刷消毒在另一室。
　　2、常用设施及设备
　　（1）超净工作台：也称净化工作台，分为侧流式、直流式和外流式三大类。
　　（2）无菌操作间：一般由更衣间、缓部间和操作间三部分组成。操作间放置净化工作台及二氧化碳培养箱、离心机、倒置显微镜等。缓冲间可放置电冰箱、冷藏器及消毒好的无菌物品等。
　　（3）操作间：普通培养箱、离心机、水浴锅、定时钟、普通天平及日常分析处理物品。
　　（4）洗刷消毒间：烤箱、消毒锅、蒸馏水处理器及酸缸等。
　　（5）分析间：显微镜、计算机及打印机等。
　　3、培养器皿
　　细胞培养以玻璃器皿为主，常准备最需是使用最的三倍。器皿应选择透明度好、无毒、中性硬度玻璃制品。常用的玻璃器皿有下面几种。
　　（1）液体储存瓶：用于储存各种配制好的培养液、血清等液体，常以500ml、250ml、100ml生理盐水瓶或血浆瓶代替。
　　（2）培养瓶：根据培养细胞种类要求不同培养瓶的形态各异，用于细胞传代培养的细胞要求瓶壁厚簿均匀，便于细胞贴壁生长和观察，瓶口要大小一致，口径一般不小于1cm，允许吸管伸入瓶内任何部位，规格有200ml、100ml、50ml、25ml、10ml等几种。用于外周血培养的常用10ml普通圆瓶。两种培养瓶均要求选用优质玻璃制成。
　　（3）培养皿：用于开放式培养及其它用途。分直径30mm、60mm、120mm等几种。
　　（4）吸管：常用的有长吸管和短吸管两类，长吸管也称刻度吸管。其改良后管上部有球型刻度称改良吸管，刻度吸管用于移动液体。常用1ml和10ml两种。短吸管也叫滴管，分弯头和直头两种。
　　（5）离心管：离心管是细胞培养中使用最广泛的器皿，根据用途不同形态各样，常用于细胞培养的离心管有大腹式尖底离心管和普通尖底离心管两类。前者分别为50ml、30ml、15ml；后者则多为10ml和5ml。
　　（6）其它：如三角烧瓶、烧杯、量筒、漏斗、注射器等。
四、培养细胞形态
　　体外培养细胞根据它们在培养器皿是否能贴附于支持物上生长特征，可分为贴附型生长和悬浮型生长两大类。贴附型细胞在培养时能贴附在支技物表面生长。如羊水细胞为贴附型细胞，常表现为成纤维型细胞和上皮细胞生长。悬浮型细胞在培养中悬浮生长。
　　1、成纤维型细胞
　　在培养中的细胞凡形态与成纤维细胞类似时，皆可称之为成纤维细胞。本型细胞由形态与体内成纤维细胞的形态相似而得名，细胞在支持物表面呈梭形或不规则三角形生长，细胞中央有卵园形核，胞质向外伸出2-3厘米个长短不同的突起，除真正的成纤维细胞外，凡由中胚层间质起源的组织细胞常呈本类形态生长。

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小中大

2、上皮型细胞
　　此类型细胞在培养器皿支持物上生长具有扁平不规则多角形特征，细胞中央有园形核，细胞紧密相连单层膜样生长。起源于内、外胚层细胞如皮肤、表皮衍生物、消化管上皮等组织细胞培养时，皆呈上皮型形态生长。
　　3、游走型细胞
　　本型细胞在支持物上散在生长，一般不连成片。细胞质经常伸出伪足或突起，呈活跃的游走或变形运动，速度快且不规则。此型细胞不很稳定，有时亦难和其它型细胞区别。在一定的条件下，由于细胞密度增大联成片后，可呈类似多角型或成纤维细腻包形态。常见于羊水细胞培养的早期。
五、培养细胞形态分析
　　培养细胞随贴附支持物形状不同而形态各异，最常见的是贴附于平面支持物细胞。在一般光镜下生存中的细胞是均质而透明的，结构不明显。细胞在生长期常有1-2个核仁在细胞机能状态不良时，细胞轮廓会增强，反差增大。若胞质中时而出现颗粒、脱滴和腔泡等，表明细胞代谢不良。
六、培养用品的清洗与消毒
　　目前我国细胞培养器皿主要仍使用能反复使用的玻璃器皿，清洗的主要目的为清除杂质和微生物，使在器皿内不残留任何影响细胞生长的成份。因而在组织细胞培养中清洗和消毒是一项极为重要的环节。
　　（一）清洗
　　在组织细胞培养中，体外细胞对任何有害物质都非常敏感。微生物产品附带杂物，上次细胞残留物及非营养成分的化学物质，均能影响培养细胞的生长。因此对新使用和重新使用的培养器皿都要严格彻底的清洗，且要根据器皿的组成材料不同，选择不同的清洗方法。
　　1、玻璃器皿的清洗
　　组织细胞培养中，使用量最大的是玻璃器皿，故工作最最大的是玻璃器皿的清洗。一般玻璃器皿的清洗包括浸泡、刷洗、侵酸和冲洗四个步骤。清洗后的玻璃器皿仅要求干净透明无油迹，而且不能残留任何物质。
　　（1）浸泡：初次使用和培养使用后的玻璃器皿均需先用清水浸泡，以使附着物软化或被溶液掉。新的初次使用的玻璃器皿，在生产及运输过程中，玻璃表面带有大量的干固的灰尘，且玻璃表面常呈碱性及带有一些对细胞有害的物质等。新瓶使用前应先用自来水简单刷洗，然后用稀盐酸液（5）浸泡过夜，以中和其中的碱性物质。再次使用的玻璃器皿则常附有大量刚使用过的蛋白质，干固后不易洗掉，故用后要立即浸入水中，且要求完全浸入，不能留有气泡或浮在液面上。
　　（2）刷洗：浸泡后的玻璃器皿一般要用毛刷沾洗涤剂刷洗，以除去器皿表面附着较牢的杂质。刷洗要适度，过度会损害器皿表面光泽度。
　　（3）浸酸：清洁液是由重铬酸钾、浓硫酸和蒸馏水按一定比例配制而成，其处理过程称为浸酸。清洁液对玻璃器皿无腐蚀作用，而其强氧化作用可除掉刷洗不掉的微量杂质。清洁液去污能力很强。是清洗过程中关键的一环。浸泡时器皿要充满清洁液，勿留气泡或器皿露出清洁液面。浸泡时间一般为过夜，不应少于6小时。清洁液可根据需要，配制成不同的强度，常用的下列三种：重铬酸钾（g）浓硫酸（ml）蒸馏水（ml）（A）强清洁液 63 1000 200000 B）次强清洗液 120 200 1000 （C）弱清洁液 100 100 100
　　清洁液配制时应注意安全，须穿戴耐酸手套和围裙，并要保护好面部及身体裸露部分。配制过程中可使重铬酸钾溶于水中，然后慢慢加浓硫酸。并不停的用玻璃棒搅拌，使产生的热量挥发，配制过程中可使重铬酸钾溶于水中，然后慢慢加浓硫酸。并不停的用玻璃棒搅拌，使产生的热量挥发，配制溶液应选择塑料制品。配成后清洁液一般为棕红色。
　　（4）冲洗：玻璃器皿在使用后，刷洗及浸泡后都必须用水充分冲洗。使之尽量不留污染或洁液的残迹。冲洗最好用洗涤装置。即省力、效果又好。如用手工操作，则需流水冲洗十次以上，每天水须灌满及倒干净，最好用蒸馏水清洗3-5次，晾干备用。
　　2、胶塞的清洗
　　细胞培养中所用的橡胶制品主要是瓶塞。新购置的瓶塞带有大量滑石粉及杂质，应先用自来水冲洗，再做常规处理，常规清洗方法是：每次用后立即置入水中浸泡，然后用2% NaOH或洗衣粉煮沸10-20分钟，以除掉培养中的蛋白质。自来水冲洗后，再用1%稀盐酸浸泡30分钟或蒸馏水冲洗后再煮沸10-20分钟，晾干备用。
　　3、塑料制品的清洗
　　塑料自制品现多是采用无毒并已经特殊处理的包装，打开包装即可用，多为一次性物品。必要时用2% NaOH浸泡过夜，用自来水充分冲洗，再用5%盐酸溶液浸泡30分钟，最后用自来水和蒸馏水冲洗干净，晾干备用。

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（二）消毒
　　细胞培养的最大危险是发生培养物的细菌，真菌和病毒等微生物的污染，污染主要是由于操作者的疏忽而引起，常见的原因有操作间或周围空间的不洁，培养器皿和培养液消毒不合格或不彻底，由于有关培养的每个环节的失误均能导致培养失败，故细胞培养的每个环节都应严格遵守操作常规，防止发生污染。
消毒方法分为三类：（A）物理灭菌法（紫外线、湿热、过渣等）。（B）化学灭菌法（各种化学消毒剂）。（C）抗生素。
　　（1）紫外线消毒：用于空气，操作台表面和不能使用其它法进行消毒和培养器皿。紫外线直接照射方便、效果好，经一定的时间照射后，可以消灭空气中大部分细菌，培养室紫外线灯应距地面不超过2.5米，且消毒进物品不宜相互遮档，照射不到的地方起不到消毒作用。
　　紫外线可产生臭氧，污染空气，试剂及培养液都有不良影响，对人皮肤也有伤害，不宜近照射也进行实验操作。
　　（2）温热消毒：即高压蒸气消毒，是一种使用最广泛、效果最好的消毒方法。温热消毒时，消毒物品不能装得过满，以防止消毒器内气体阻塞而千百万危险，保证其内气体的流通。在加热升压之前，先要打开排气阀门排放消毒器内的冷空气，冷气空气排出后，关闭排气阀门，同时检验安全阀活动自如，继后开始升压，当达到所需压力时，开始记算消毒时间。消毒过程中，操作者不能离开工作岗位，要定时检查压力及安全，防止消毒及表皮意外事件发生。
常用物品消毒压力及时间：
　　培养液、橡胶制品、10磅10分钟；
　　布类、玻璃制品、金属器械、18磅20分钟。
　　上两种是最常见的物理消毒方法。
　　（3）化学消毒法：最常见的是70%酒精及1‰的新洁而灭，前者主要用于操作者的皮肤，操作台表面及无菌室内的壁面处理。后者则主要用器械的浸泡及皮肤和操作室壁面的擦试消毒。化学消毒法操作简单、方便有效。
　　（4）抗生素消毒：确切应记成抗生素灭菌，主要用于培养用液灭菌或预防培养物污染。
七、绒毛染色体制备
　　绒毛来源于胚胎的中胚层，最早的初级干绒毛出现于孕三周初，孕8周左右是绒毛发育最旺盛时期。目前国内外绒毛取材多选于8-9周。研究资料表明，绒毛取样不影响胚胎的发育及胎盘的功能。但取样的失败可导致胚胎丢失而终止妊娠。
绒毛取样前者首先要检查阴道分泌物以判别阴道的洁净度，防止取样导致宫内感染。其次需做B超检查，一是确定胚胎大小，二是确定胚芽有无心血管搏动，三是确定胚芽在子宫内的位置，用以判别取材时间，是否取材及取样器进宫的角度及深度。
　　1、实验材料
　　妇科阴道冲洗物品、绒毛取样器、5ml注射器、培养皿、小镊子、5ml离心管、甲酸、柠檬酸钠、冰乙酸、PMRI 1640、秋水仙素、载玻片等。
　　2、培养液配制
　　PRMI 1640 10-15ml
　　秋水仙素10ug/ml 1ml

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3、操作过程
　　（1）1‰新洁而灭冲洗阴道，用卵圆钳固定子宫颈，根据妇查及B超提示选择角度及浓度探性插入绒毛取样器，当有弹性阻挡感且深度符合B超所示时，抽出取样器内芯，接上5ml注射器，抽出4-5ml，此时，注射器内可见有血性液体流进；
　　（2）取一干净培养皿，内加PRNI 1640 5ml，内含秋水仙素0.06ug/ml。慢慢抽出取样器，将所吸出物注入培养皿内，并用1640冲洗注射器及取样器，混匀。置培养箱30-40分钟；（3）挑选发育良好的绒毛放入另一小培养皿中，用预温37℃的0.075M。KCL与10%柠檬酸钠1∶1混合液漂洗两次。（4）用眼科小剪剪碎绒毛，再将2滴秋碱加入上途漂洗低渗液低渗30分钟；（5）加3∶2的甲醇冰乙酸固定液0.2ml，预固定，1000rpm8分钟，弃上清液；（6）加新鲜配制的3∶2固定液3ml；固定30分钟，2000rpm8分钟，弃上清液；（7）第二次固定可加3∶1甲醇冰乙酸固定液3ml固定30分钟，2000rpm8分钟，弃上清液；（8）离心后，加所余体积的60%冰乙酸，打匀，2分钟后加等量甲醇，打匀，2000rpm8分钟，弃上清液。（9）3m1 3∶1甲冰固定液过夜，冰水制片；（10）80℃考片2小时，自然冷却。（11）G分带处理，观片。
八、羊水细胞培养
　　羊水中含有胎儿脱落的上皮细胞，可在体外培养用以分析胎儿染色体核型。目前国内外大都采用腹腔羊膜穿刺术，妊娠12-30周的羊水细胞均可培养成功。羊膜腔穿刺取羊水行染色体分析，最佳孕周为16周左右。因此时羊水增长快，羊水中细胞较多，细胞培养易于生长，而且不易损伤胎儿。国内多数选择的穿刺时间在妊娠的第16-30周。国外现已较多地采用妊娠早期的羊膜穿刺，但需在B超下定位及穿刺。羊水量按妊娠时间大致计算（1ml/w）。资料表明，穿刺病例的妊娠结局、分娩方式、胎儿的出生体重等与未穿刺无明显差异。
　　1、实验材料
　　2,5%碘酒、75%酒精、无菌棉签和棉球、镊子、20-22号无菌腰穿针、吸管、培养瓶、培养液（PRMI 1640、199、F10、F12）、小牛血清、秋水仙素、KCL、甲醇、冰醋酸、培养皿、盖玻片等。
　　2、培养液配制
　　F-12 85%
　　小牛血清 15%
　　双抗 100u/ml
　　小瓶贮藏 4-8℃
　　3、操作过程
　　A（盖玻片培养法）
　　（1）采样：选择妊娠13-14周妇女，在无菌条件下抽取羊水5ml，立即注入无菌离心管中；（2）收集：离心分离细胞，1000rpm10分钟，去上清，留0.5ml，轻打混匀；（3）接种：30mm培养皿中放盖玻片1张，每片滴混匀的细胞液1-2滴，置培养箱内培养30-60分钟；（4）培养：取出后从盖玻片外加培养液2ml，静置培养48小时后观察细胞生殖状况并定时换液，5-10天后，可见大量成纤维细胞或上皮样细胞生长；（5）终止培养：当有大量圆形发亮细胞出现时，加秋水仙素0.02-0.04ug/ml，作用10-12小时；（6）低渗：倒掉培养液，加预温37℃0.075MKCL溶液5ml，37℃温育30分钟，镜下可见胀大的羊水细胞，加0.5-1ml 3∶1甲醇：冰醋酸固定液预固定；（7）固定：倒掉低渗液，加5ml固定液固定30分钟以上，反复3次；（8）干燥：将附有细胞的盖玻片斜放于培养皿中，置80℃烤箱处理2-3小时；（9）胶片：将附有细胞的盖玻片用树脂胶封固于玻片上，正面朝外，小心细胞破坏；
　　B（常规培养法）
　　（1）—（2）相同于盖玻片培养法；（3）接种：将混匀的羊水细胞种置于50ml或100ml细胞培养瓶内，平均10ml羊水细胞收集的细胞种置一瓶加5-10ml混合培养液。（4）培养：酒精灯火先封口，静置培养48小时后观察细胞贴臂及生长情况，5-10天后可见瓶底面有大量羊水细胞生长；（5）终止培养：同A法；（6）细胞收集：将培养液倒入一干净离心管中，加0.025%的胰蛋白酶0.5-1ml/瓶，轻轻摇动，使培养瓶底面完全接触消化酶，然后用弯头吸管吹打，待细胞全部脱落后加前培养液终止胰蛋白酶消化。用吸管移细胞悬液于离心管中。1000-2000rpm10分钟，弃上清，留细胞沉虑。若一次消化不彻底，可反复消化；（7）低渗及预固定：加预温37℃KCL溶液10ml，37℃温育30分钟，加0.5-1ml新鲜配制的3∶1甲醇冰乙酸固定液预固定，用气泡吹打细胞使其混匀。（8）固定：用新鲜配制的3∶2甲冰固定三次，每次30分钟。固定液加入时沿管壁缓慢加入；（9）制片及干燥：用绒毛制片；
（10）分带处理。

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小中大

九、人外周血淋巴细胞培养
　　在正常情况下，人外周血中是没有分裂相的，只有在异常情况下才能发现。植物血球凝集素（PHA）是人类淋巴细胞有丝分裂的刺激剂，在PHA作用下，原处于Go期的淋巴细胞转化为淋巴母细胞，进而进行有丝分裂。利用PHA这一特性，淋巴细胞经过含有HPA培养液培养，在体外便可获得丰富的含有丝分裂的生长活跃的细胞群体，终止分裂中期的淋巴细胞，例可得到所需的人体染色体图形。具有用血量少、操作简单等优点。
　　1、实验材料
　　2.5%碘酒、75%酒精、无菌棉签或棉球、镊子、吸管、培养瓶、培养液（PRMI 1640、M199）、小牛血清、秋水仙素、KCL、甲醇、冰醋酸、载玻片等。
　　2、培养液配制
　　无菌条件下配制培养液，每瓶所含下列试剂：
　　RPMI 1640或199 90%
　　小牛血清 10%
　　PHA（自制） 0.1ml 3%
　　肝素 10u/ml 2%
　　双抗 100u/ml（选择）
　　分装于10ml培养瓶内，每瓶5ml培养液，封口置冷藏柜备用。
　　3、操作过程
　　（1）采样接种：用2.5%碘酒、75%酒精消毒瓶盖，用酒精灯火焰过烤，无菌条件下抽取患者外周血0.5-1ml，每瓶加20滴左右，轻摇均匀，尽量避免培养物与瓶盖接触；（2）培养：置36℃培养箱中培养72小时，每隔12小时左右轻遥1次，以促进细胞生长增殖；（3）抑止分裂：收获前2小时左右加秋水仙素，最终浓度为0.02ug/ml培养液，摇匀后置培养箱中继续培养，以抑止细胞在分裂中期。（4）终止培养：从培养箱中取出培养瓶，摇匀后移至10ml尖底离心管中，尽量收集培养细胞。2000rpm8分钟。（5）低渗处理：弃上清液，加入预温37℃的0.075MKCL8ml，迅速打匀，置37℃培养箱或水浴锅中10-20分钟；（6）预固定：取出低渗中尖底离心管，轻轻加入新配制的1-2ml 3∶2甲醇：冰乙酸混合液，取相应编号滴管用汽泡轻轻软打2-3下。800-1000rpm8-10分钟；（7）固定：弃上清液。加入新鲜配制的3∶2甲醇冰乙酸混合液10ml，轻打混匀，封口置室温30分钟以上。1500-2000rpm10分钟，反复2-3次；（8）制片：使用蒸馏水制备冰水片进行滴片。留离心后沉淀细胞，加新鲜配制的固定液，制成细胞悬液，取1-2滴滴片，用于轻轻吹开。刻号后清理刻号污物，置80℃烤片2小时；（9）收片：待烤箱自然冷却后，取出烤片，置干净环境中或培养箱中以备进行显带处理。
十、植物油凝素的制备
　　植物血凝素也称为植物凝集素（PHA），可自制也可购自商品。自制的方法常用生理盐水提取法。
　　（A）干品制备法（1）选广东鸡子豆10g，用蒸馏水冲洗，置培养皿内用75%酒精一次性浸洗，倒掉酒精留间隙置37℃。恒温箱内24-48小时；（2）在无菌条件下研碎鸡子豆，加生理盐水30ml，摇匀后放入4℃冰箱24小时，第二天再加生理盐水70ml，再置4℃冰箱内24小时。每8-12小时摇荡一次。（也可一次性加100ml生理盐水）；（3）无菌条件下移入10-50ml离心管内，3000-4000rpm30分钟。在无菌箱内把上清液分装于10ml小瓶，置冰箱冷冻层备用；（4）效价：外周血染色体制备每100ml培养基加PHA约2ml。注：若整个过程未在无菌条件下进行，分装时用G5玻砂漏斗除菌即可。
　　（B）鲜品制备法：（1）选择完整无破皮鲜菜豆20g，用75%酒精浸泡10分钟；（2）在净化工作中用无菌盐水或蒸馏水漂洗二次，然后置无菌乳钵中捣成糊状，用100ml无菌盐水浸泡封口；（3）移入4℃冰箱中置24小时，中间摇动数次，次日3000rpm30分钟，在无菌情况下分装上清液于10ml小瓶内，置冰箱冷冻层备用。（4）效价：正式使用前先用一定量作效价测定，按效价使用。

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小中大

十一、组织培养细胞染色体制备
　　组织细胞用于遗传学分析最常见的是体外培养的细胞株，多为恶性肿瘤细胞株，且呈贴壁生长，仅小数细胞株为悬浮生长。培养细胞有来源易得、细胞分裂率高和染色体标本制出清晰度高等优点。组织细胞染色体制备的关键是掌握好体外细胞的生长动态，只有处在对数生长期的细胞才能出现较高的分裂相，所以积水仙素处理的时机及量是染色体标本形态及分裂指数的关键。
　　1、实验材料
　　培养液（PRMI 1640、M199、DMEM等），小牛血清、0.025%胰蛋酶、秋水仙素，刻度离心管，直吸管及弯头吸管，培养瓶或皿、KCL、甲醇、冰乙酸、载玻片。
　　2、培养液配制
　　培养液 85-95%
　　小牛血清 5-15%
　　双抗（选择） 100u/ml
　　3、操作过程
（1）培养细胞：选择处于指数生长期、用大瓶培养的80-90%汇合单层培养细胞；
（2）终止培养：当有大量圆形发亮细胞出现时，加秋水仙素0.01-0.03ug/ml培养混合液，置温箱继续培养6-10小时以抑制分裂期细胞停止于分裂中期；（3）聚集细胞：
　　（A）摇动法：
　　可利用分裂中期细胞变圆与底物附着不牢特点，此时可持培养瓶，左右反复横向水平摇动，可使90%的中期分裂细胞从瓶壁脱落；
　　（B）消化法：
　　将培养液倒入离心管内，给培养瓶内加0.025%胰蛋白酶液0.5-1ml/瓶，水平左右摇动，便培养瓶底壁面完全接触消化酶，稍后用弯头吸管吹打，待细胞完全脱落后，加入3-5ml前培养终止消化。用吸管移入装有培养液的离心管内2000rpm10分钟。弃上清液，留沉淀细胞；
（4）低渗处理：给沉淀细胞加顶温的37℃0.075MKCL8ml左右，用吸管打均匀，在温箱中静置20-30分钟；
（5）预固定：向低渗处理适当的离心管中加新鲜配制的3∶2甲醇，冰乙醇固定液1-2ml，用吸管轻松吹打调匀，此措施能起到使细胞表面轻微固定，可防止固定后细胞粘连成块。
（6）固定：800-1000rpm10分钟，弃上清液加新鲜配制的3∶2甲醇冰乙酸固定液10ml，加入时要沿管壁慢慢加入，后轻轻吹打，封口后室温静置30分钟以上，反复三次；
（7）制片：末次离心后，倒掉上清液，留沉淀细胞，加新鲜配制固定液0.5ml左右，混匀后冰片制片，其它同外周血方法。
十二、胸腹水细胞染色体制备
　　在恶性肿瘤的胸腹水中有大量的分裂期细胞，其中多以非整倍体细胞存在，并含有各种标记染色体。
　　1、实验材料
　　2.5%碘精、75%酒精、无菌棉球、镊子20-22号无菌腰穿包、50ml离心管、秋水仙素、KCL、甲醇、冰乙酸、载玻片等。
　　2、操作过程
（1）采样：选择有胸或腹水患者，在无菌条件下，轻腹穿刺或于手术取胸或腹水20-50ml；
（2）培养：立即加入秋水仙素培养，最终浓度为0.02-0.04ug/ml胸腹水，置37℃培养箱内4-6小时；
（3）低渗及后期制作羊水细胞。
十三、染色体制备体会
　　1、培养基PH浓度、小牛血清量及培养箱温度的恒定是培养成功关键；
　　2、秋水仙素适量、适宜的处理时机和时间，是获得良好、足够分裂相的条件。分裂相的多少和染色体形态及带型处理良好与否均受其影响。
　　3、低渗处理是获得分散良好的分裂相关键步骤，低渗过度或不足都会造成染色体形态不良的结果。在低渗处理时期细胞十分娇嫩，并且表面发粘，低渗细胞混匀时，吹打要适宜，避免细胞破碎及粘团，另外不要将细胞吸到吸管上部及离心管上部，避免细胞丢失。
　　4、固定技术是制备良好分散的染色体的重要步骤。若染色体分数不良，可适当加大冰乙酸含量，其同时有改善由于低渗处理不够或固定不充分所造成的缺陷，但过量会造成染色体形态变化和影响分带结局。染色体形态不良与固定液速度有关，加第1次固定液过快或打过快，可造成飘带样染色体； 5、固定液每次使用必须新鲜配制，否则将会形成酯类，从而影响固定效果。6、滴片是染色体制备中影响染色体形态的关键一步。首先要载玻片要非常干净，否则会影响染色体的分散和分带效果。其次是滴片的距离、滴加量多少、制片的方式都会影响染色体分期效果。 7、烤片：是染色体制备中最后一步技术。烤片的温度、时间与染色体形态和分带有关。不宜温度过高和烤片时间过长。

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十四、染色体实验技术分析
　　染色体分裂指数低：患者处于非常时期（感染期、放、化疗期）：
　　　　　　　　　　　培养基营养成份不良；
　　　　　　　　　　　培养基PH偏低或偏高；
　　　　　　　　　　　PHA过量或不足；
　　　　　　　　　　　小牛血清质量不高；
　　　　　　　　　　　小牛血清数量偏低或过高；
　　　　　　　　　　　培养温度不稳定；
　　　　　　　　　　　培养箱温度偏低；
　　　　　　　　　　　秋水仙素处理时间过短；
　　　　　　　　　　　离心时间或速度不足；
　　　　　　　　　　　制备过程损失过大。
　　染色体形态不理想：受检者处于非常时期；
　　　　　　　　　　　PHA过量；
　　　　　　　　　　　小牛血清质量不高；
　　　　　　　　　　　培养箱温度不恒温；
　　　　　　　　　　　秋水仙素量不当；
　　　　　　　　　　　低渗时间不理想；
　　　　　　　　　　　低渗温度过高；
　　　　　　　　　　　离心速度过高；
　　　　　　　　　　固定液加速过快；
　　　　　　　　　　　固定混匀手法过重；
　　　　　　　　　　　吹片技术不良。
　　染色体形态偏长：培养基PH偏酸；
　　　　　　　　　　秋水仙素量偏低；
　　　　　　　　　　秋水仙素处理时间偏短；
　　染色体形态偏短：培养基PH偏碱；
　　　　　　　　　　秋水仙纱处理量过量；
　　　　　　　　　　秋水仙素处理时间过长。
　　染色体分带不良：血液状况不良；
　　　　　　　　　　培养基营养成分不良；
　　　　　　　　　　小牛血清质量不高；
　　　　　　　　　　小牛血清数量不当；
　　　　　　　　　　培养箱培养温度不良；
　　　　　　　　　　秋水仙素处理量过高；
　　　　　　　　　　 PHA量过高；
　　　　　　　　　　低渗处理时间或温度不良；
　　　　　　　　　　胰酶质量不良；
　　　　　　　　　　染色液质量不良；
　　　　　　　　　　染色技术不良；
　　　　　　　　　　分带技术不佳。
　　染色背景不良：　培养细胞生长不良；
　　　　　　　　　　低渗处理技术不良；
　　　　　　　　　　离心过程尘染；
　　　　　　　　　　分带技术不良；
　　　　　　　　　　染色技术不良；
　　　　　　　　　　染色液尘染；
　　　　　　　　　　载玻片处理不干净；
　　　　　　　　　　制片过程尘染；
　　　　　　　　　　存片环境不干净。
　　培养失败：　　　培养中损失；
　　　　　　　　　　血源质量不良；
　　　　　　　　　　培养中感染；
　　　　　　　　　　小牛血清污染；
　　　　　　　　　　培养箱温度失控；
　　　　　　　　　　 PHA过期或过量；
　　　　　　　　　　秋水仙素失效；
　　　　　　　　　　低渗失败；
　　　　　　　　　　离心机失误。
　　标本损失：　　　培养中损失；
　　　　　　　　　　制备中损失；
　　　　　　　　　　分带中损失；
　　　　　　　　　　保存中损失；

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